"Орган-на-чипе" – материалы и методы изготовления (обзор)

"Орган-на-чипе" – материалы и методы изготовления (обзор)

Автор: Афоничева П.К., Буляница А.Л., Евстрапов А.А.

Журнал: Научное приборостроение @nauchnoe-priborostroenie

Рубрика: Приборостроение для биологии и медицины

Статья в выпуске: 4 т.29, 2019 года.

Бесплатный доступ

В последние годы новые технологии изготовления микро- и наноразмерных структур существенно повлияли на прогресс в различных областях науки. Так, микрофлюидные технологии заняли нишу как инструмент для разнообразных применений, особенно в биоинженерных и биомедицинских исследованиях. Например, технологии микрофлюидики успешно используются при подготовке биологических образцов, в тканевой инженерии, в молекулярной диагностике и при скрининге лекарств и т.д. Помимо таких применений, эти технологии являются важным вспомогательным средством при моделировании различных органов и их свойств. Сочетание микрофлюидики и методов формирования клеточных 3D-струткур повлекло за собой создание нового направления "орган-на-чипе". Основная идея "орган-на-чипе" заключается в том, чтобы предоставить искусственный объект тестирования, имитирующий живой человеческий орган. Развитие микрофлюидных технологий помогает преодолеть разрыв между in vitro и in vivo, предлагая новые современные подходы к медицинским, биологическим и фармакологическим исследованиям Устройства "орган-на-чипе" могут представлять собой не только целый орган, но и имитировать отдельные процессы, протекающие в организме. Клетки выращиваются внутри камер и каналов для создания тканей или органов, чтобы имитировать их работу. Достичь полной функциональности можно за счет поддержания конкретных условий, обеспечивающих функционирование органа или ткани, таких как давление, скорость потока, рН, осмотическое давление, содержание питательных веществ, присутствие токсинов и других свойств. В обзоре приводятся данные по анализу публикационной активности исследователей в последнем десятилетии по тематике "орган-на-чипе" и родственной ей, индексируемых в библиометрической базе данных SCOPUS. Эти данные свидетельствуют не только о повышенном внимании, уделяемом данной тематике, но и о мультидисциплинарности этого направления. Помимо распределения публикаций по годам, представляет интерес сравнение публикационной активности представителей различных стран (лидеры – США, Китай и Южная Корея, почти по всем направлениям). В статье освещаются общие вопросы, касающиеся основных и вспомогательных технологий систем "орган-на-чипе", материалов и методов изготовления устройств и элементов этих систем, а также рассматриваются примеры некоторых устройств. Для получения адекватных результатов исследования при использовании систем "орган-на-чипе" необходимо создать максимально близкие к естественным условия для функционирования модельных систем, в том числе обеспечить требуемые температурные режимы; условия формирования напряжения сдвига в потоке, омывающем клетки, механического сжатия, циклической деформации или воздействия других физических сил; создать нужную среду для изучаемых объектов. Все это приводит к усложнению систем, необходимости применения различных материалов (а следовательно, и методов изготовления), датчиков и микро-электромеханических устройств, созданию многоэтапных алгоритмов исследования. Системы "орган-на-чипе" динамично развиваются, а затрачиваемые исследователями усилия позволяют получать впечатляющие результаты в виде новых знаний об организме.

Еще

Микрофлюидика, орган-на-чипе, печень-на-чипе, легкое-на-чипе, полимеры, технология изготовления, microfluidics, organ-on-chip, liver-on-chip, lung-on-chip, polymers, manufacturing technology

Короткий адрес: https://sciup.org/142221439

IDR: 142221439   |   DOI: 10.18358/np-29-4-i318

Список литературы "Орган-на-чипе" – материалы и методы изготовления (обзор)

  • Jeon N.L., Baskaran H., Dertinger S.K.W., Whitesides G.M., Van De Water L., Toner M. Neutrophil chemotaxis in linear and complex gradients of interleukin-8 formed in a microfabricated device // Nature biotechnology. 2002. Vol. 20, no. 8. P. 826–830. DOI:10.1038/nbt712
  • Chung B.G., Flanagan L.A., Rhee S.W., Schwartz P.H., Lee A.P., Monuki E.S., Jeon N.L. Human neural stem cell growth and differentiation in a gradient-generating microfluidic device // Lab on a Chip. 2005. Vol. 5, no. 4. P. 401–406. DOI: 10.1039/b417651k
  • Huh D., Hamilton G.A., Ingber D.E. From 3D cell culture to organs-on-chips // Trends in cell biology. 2011. Vol. 21, no. 12. P. 745–754. DOI: 10.1016/j.tcb.2011.09.005
  • Yum K., Hong S.G., Healy K.E., Lee L.P. Physiologically relevant organs on chips // Biotechnology journal. 2014. Vol. 9, no. 1. P. 16–27. DOI: 10.1002/biot.201300187
  • Aziz A., Geng C., Fu M., Yu X., Qin K., Liu B. The role of microfluidics for organ on chip simulations // Bioengineering. 2017. Vol. 4, no. 2. P. 39–53. DOI: 10.3390/bioengineering4020039
  • Mammoto T., Mammoto A., Ingber D.E. Mechanobiology and developmental control // Annual review of cell and developmental biology. 2013. Vol. 29. P. 27–61. DOI: 10.1146/annurev-cellbio-101512-122340
  • Henry O.Y.F., Villenave R., Cronce M.J., Leineweber W.D., Benz M.A., Ingber D.E. Organs-on-chips with integrated electrodes for trans-epithelial electrical resistance (TEER) measurements of human epithelial barrier function // Lab on a Chip. 2017. Vol. 17, no. 13. P. 2264–2271. DOI: 10.1039/C7LC00155J
  • Pati F., Gantelius J., Svahn H.A. 3D bioprinting of tissue/organ models // Angewandte Chemie International Edition. 2016. Vol. 55, no. 15. P. 4650–4665. DOI: 10.1002/anie.201505062
  • Bhise N.S., Manoharan V., Massa S., Tamayol A., Ghaderi M., Miscuglio M.., Lang Q., Zhang S.Y., Shin S.R., Calzone G. A liver-on-a-chip platform with bioprinted hepatic spheroids // Biofabrication. 2016. Vol. 8, no. 1. 014101. DOI: 10.1088/1758-5090/8/1/014101
  • Johnson B.N., Lancaster K.Z., Hogue I.B., Meng F., Kong Y.L., Enquist L.W., McAlpine M.C. Correction: 3D printed nervous system on a chip // Lab on a Chip. 2016. Vol. 16, no. 10. P. 1946–1946. DOI: 10.1039/C6LC90045C
  • Sun Y.S., Peng S.W., Cheng J.Y. In vitro electricalstimulated wound-healing chip for studying electric fieldassisted wound-healing process//Biomicrofluidics. 2012. Vol. 6, no. 3. 034117. DOI: 10.1063/1.4750486
  • Ma C., Zhao L., Zhou E., Xu J., Shen S., Wang J. On-chip construction of liver lobule-like microtissue and its application for adverse drug reaction assay // Analytical chemistry. 2016. Vol. 88, no.3. P. 1719–1727. DOI: 10.1021/acs.analchem.5b03869
  • Huh D., Matthews B.D., Mammoto A., Montoya-Zavala M., Hsin H.Y., Ingber D.E. Reconstituting organ-level lung functions on a chip // Science. 2010. Vol. 328, no. 5986. P. 1662–1668. DOI: 10.1126/science.1188302
  • Kim H.J., Huh D., Hamilton G., Ingber D.E. Human guton-a-chip inhabited by microbial flora that experiences intestinal peristalsis-like motions and flow // Lab on a Chip. 2012. Vol. 12, no. 12. P. 2165–2174. DOI: 10.1039/c2lc40074j
  • Tsao P.W. Polymer microfluidics: Simple, low-cost fabrication process bridging academic lab research to commercialized production // Micromachines. 2016. Vol. 7, no. 12. P. 225–236. DOI: 10.3390/mi7120225
  • Edington P.D., Chen W.L.K., Geishecker E., et al. Interconnected microphysiological systems for quantitative biology and pharmacology studies // Scientific reports. 2018. Vol. 8, no. 1. P. 4530–4548.
  • Halldorsson S., Lucumi E., Gómez-Sjöberg R., Fleming R.M.T. Advantages and challenges of microfluidic cell culture in polydimethylsiloxane devices // Biosensors and Bioelectronics. 2015. Vol. 63. P. 218–231. DOI: 10.1016/j.bios.2014.07.029
  • Lee H., Cho D.W. One-step fabrication of an organ-on-achip with spatial heterogeneity using a 3D bioprinting technology // Lab on a Chip. 2016. Vol. 16, no. 14. P. 2618–2625. DOI: 10.1039/C6LC00450D
  • Toepke M.W., Beebe D.J. PDMS absorption of small molecules and consequences in microfluidic applications // Lab on a Chip. 2006. Vol. 6, no.12. P. 1484–1486. DOI: 10.1039/b612140c
  • Becker H., Locascio L.E. Polymer microfluidic devices // Talanta. 2002. Vol. 56, no. 2. P. 267–287. DOI: 10.1016/S0039-9140(01)00594-X
  • Sethu P., Mastrangelo P.H. Cast epoxy-based microfluidic systems and their application in biotechnology // Sensors and Actuators B: Chemical. 2004. Vol. 98, no. 2-3. P. 337–346. DOI: 10.1016/j.snb.2003.09.036
  • Kim P. Soft lithography for microfluidics: a review // Biochip. 2008. Vol. 2. P. 1–11.
  • Pepin A., Youinou P., Studer V., Lebib A., Chen Y. Nanoimprint lithography for the fabrication of DNA electrophoresis chips // Microelectronic engineering. 2002. Vol. 61. P. 927–932. DOI: 10.1016/S0167-9317(02)00511-7
  • Becker H., Locascio L.E. Polymer microfluidic devices // Talanta. 2002. Vol. 56, no. 2. P. 267–287. DOI: 10.1016/S0039-9140(01)00594-X
  • Kellogg G.J. Centrifugal microfluidics: applications // Springer. 2000. P. 239–242. DOI: 10.1007/978-94-017-2264-3_55
  • Agarwal A., Farouz Y., Nesmith A.P., Deravi L.F., McCain M.L., Parker K.K. Micropatterning alginate substrates for in vitro cardiovascular muscle on a chip // Advanced functional materials. 2013. Vol. 23, no. 30. P. 3738–3746. DOI: 10.1002/adfm.201203319
  • Badrossamay M.R., Balachandran K., Capulli A.K., Golecki H.M., Agarwal A., Goss J.A. Engineering hybrid polymer-protein super-aligned nanofibers via rotary jet spinning // Biomaterials. 2014. Vol. 35, no. 10. P. 3188–3197. DOI: 10.1016/j.biomaterials.2013.12.072
  • Dittrich P.S., Manz A. Lab-on-a-chip: microfluidics in drug discovery // Nature reviews drug discovery. 2006. Vol. 5, no. 3. P. 210–218. DOI: 10.1038/nrd1985
  • Wu W., DeConinck A., Lewis J.A. Omnidirectional printing of 3D microvascular networks // Advanced Materials. 2011. Vol. 23, no. 24. P. H178–H183. DOI: 10.1002/adma.201004625
  • Kolesky D.B., Truby R.L., Gladman S.A., Busbee T.A., Homan K.A., Lewis J.A. 3D bioprinting of vascularized, heterogeneous cell‐laden tissue constructs // Advanced materials. 2014. Vol. 26, no. 19. P. 3124–3130. DOI: 10.1002/adma.201305506
  • Sosa-Hernández J., Villalba-Rodríguez A., Romero-Castillo K., Aguilar-Aguila-Isaías M., García-Reyes I., Hernández-Antonio A. Organs-on-a-ChipModule: A Review from the Development and Applications Perspective // Micromachines. 2018. Vol. 9, no. 10. P. 536–556. DOI:10.3390/mi9100536
  • Yi H., Wu L.Q., Ghodssi R., Rubloff G.W., Payne G.F., Bentley W.E. Signal-directed sequential assembly of biomolecules on patterned surfaces // Langmuir. 2005. Vol. 21, no. 6. P. 2104–2107. DOI: 10.1021/la047529k
  • Yi H., Wu L.Q., Bentley W.E., Ghodssi R., Rubloff G.W., Culver J.N., Payne G.F. Biofabrication with chitosan // Biomacromolecules. 2005. Vol. 6, no. 6. P. 2881–2894. DOI: 10.1021/bm050410l
  • Bettinger P.J., Cyr K.M., Matsumoto A., Langer R., Borenstein J.T., Kaplan D.L. Silk fibroin microfluidic devices // Advanced Materials. 2007. Vol. 19, no. 19. P. 2847–2850. DOI: 10.1002/adma.200602487
  • Ling Y., Rubin J., Deng Y., Huang P., Demirci U., Karp J.M., Khademhosseini A. A cell-laden microfluidic hydrogel // Lab on a Chip. 2007. Vol. 7, no. 6. P. 756–762. DOI: 10.1039/b615486g
  • Bertassoni L.E., Cecconi M., Manoharan V., Nikkhah M., Hjortnaes J., Cristino A.L. Hydrogel bioprintedmicrochannel networks for vascularization of tissue engineering constructs // Lab on a Chip. 2014. Vol. 14, no. 13. P. 2202–2211. DOI: 10.1039/C4LC00030G
  • Grover W.H., von Muhlen M.G., Manalis S.R. Teflon films for chemically-inert microfluidic valves and pumps // Lab on a Chip. 2008. Vol. 8, no. 6. P. 913–918. DOI: 10.1039/b800600h
  • Rogers P.I., Qaderi K., Woolley A.T., Nordin G.P. 3D printed microfluidic devices with integrated valves // Biomicrofluidics. 2015. Vol. 9, no. 1. 016501. DOI: 10.1063/1.4905840
  • Han N., Shin J.H., Han K.H. An on-chip RT-PCR microfluidic device, thatintegrates mRNA extraction, cDNA synthesis, and gene amplification // RSCAdvances. 2014. Vol. 4, no. 18. P. 9160–9165. DOI: 10.1039/c3ra47980c
  • Chudobova D., Cihalova K., Skalickova S., Zitka J., Rodrigo M.A.M., Milosavljevic V. 3D‐printed chip for detection of methicillin‐resistant Staphylococcus aureus labeled with gold nanoparticles // Electrophoresis. 2015. Vol. 36, no. 3. P. 457–466. DOI: 10.1002/elps.201400321
  • Krejcova L., Nejdl L., Rodrigo M.A.M., Zurek M., Matousek M., Hynek D. 3D printed chip for electrochemical detection of influenza virus labeled with CdSquantum dots // Biosensors and Bioelectronics. 2014. Vol. 54. P. 421–427. DOI: 10.1016/j.bios.2013.10.031
  • Hanada Y., Sugioka K., Shihira-Ishikawa I., Kawano H., Miyawaki A., Midorikawa K. 3D microfluidic chips with integrated functional microelements fabricated by a femtosecond laser for studying the gliding mechanism of cyanobacteria // Lab on a Chip. 2011. Vol. 11, no. 12. P. 2109–2115. DOI: 10.1039/c1lc20101h
  • Becker H., Gärtner P. Polymer microfabrication technologies for microfluidic systems // Analytical and bioanalytical chemistry. 2008. Vol. 390, no. 1. P. 89–111. DOI: 10.1007/s00216-007-1692-2
  • Kuo J.S., Ng L., Yen G.S., Lorenz R.M., Schiro P.G., Edgar J.S. A new USP Class VI-compliant substrate for manufacturing disposable microfluidic devices // Lab on a Chip. 2009. Vol. 9, no. 7. P. 870–876. DOI: 10.1039/b818873d
  • Plegue T.J., Kovach K.M., Thompson A.J., Potkay J.A. Stability of polyethylene glycol and zwitterionic surface modifications in PDMS microfluidic flow chambers // Langmuir. 2017. Vol. 34, no. 1. P. 492–502. DOI: 10.1021/acs.langmuir.7b03095
  • Cherpinski A., Torres-Giner S., Vartiainen J., Peresin M.S., Lahtinen P., Lagaron J.M. Improving the water resistance of nanocellulose-based films with polyhydroxyalkanoates processed by the electrospinning coating technique // Cellulose. 2018. Vol. 25, no. 2. P. 1291-1307. DOI: 10.1007/s10570-018-1648-z
  • Chen M.B., Srigunapalan S., Wheeler A.R., Simmons P.A. A 3D microfluidic platform incorporating methacrylated gelatin hydrogels to study physiological cardiovascular cell–cell interactions // Lab on a Chip. 2013. Vol. 13, no. 13. P. 2591–2598. DOI: 10.1039/c3lc00051f
  • Zamboni F., Keays M., Hayes S., Albadarin A.B., Walker G.M., Kiely P.A., Collins M.N. Enhanced cell viability in hyaluronic acid coated poly (lactic-co-glycolic acid) porous scaffolds within microfluidic channels // International journal of pharmaceutics. 2017. Vol. 532, no. 1.P. 595–602. DOI: 10.1016/j.ijpharm.2017.09.053
  • Mogosanu D.E., Verplancke R., Dubruel P., Vanfleteren J. Fabrication of 3-dimensional biodegradable microfluidic environments for tissue engineering applications // Materials & Design. 2016. Vol. 89. P. 1315–1324. DOI: 10.1016/j.matdes.2015.10.046
  • Miri A.K., Nieto D., Iglesias L., GoodarziHosseinabadi H., Maharjan S., Ruiz‐Esparza G.U. Microfluidics‐Enabled Multimaterial MasklessStereolithographic Bioprinting // Advanced Materials. 2018. 1800242. DOI: 10.1002/adma.201800242
  • Chen Y., Zhang L., Chen G. Fabrication, modification, and application of poly(methyl methacrylate) microfluidic chips // Electrophoresis. 2008. Vol. 29, no. 9. P. 1801–1814. DOI: 10.1002/elps.200700552
  • Roy E., Geissler M., Galas J.P., Veres T. Prototyping of microfluidic systems using a commercial thermoplastic elastomer // Microfluidics and nanofluidics. 2011. Vol. 11, no. 3. P. 235–244. DOI: 10.1007/s10404-011-0789-2
  • Borysiak M.D., Yuferova E., Posner J.D. Simple, low-cost styrene-ethylene/butylene-styrene microdevices for electrokinetic applications // Analytical chemistry. 2013. Vol. 85, no. 24. P. 11700–11704. DOI: 10.1021/ac4027675
  • Domansky K., Sliz J.D., Wen N., Hinojosa P., Thompson G., Fraser J.P. SEBS elastomers for fabrication of microfluidic devices with reduced drug absorption by injection molding and extrusion // Microfluidics and Nanofluidics. 2017. Vol. 21, no. 6. 107. DOI: 10.1007/s10404-017-1941-4
  • Sheehy S.P., Pasqualini F., Grosberg A., Park S.J., Aratyn-Schaus Y., Parker K.K. Quality metrics for stem cell-derived cardiac myocytes // Stem cell reports. 2014. Vol. 2, no. 3. P. 282–294. DOI: 10.1016/j.stemcr.2014.01.015
  • Luni C., Serena E., Elvassore N. Human-on-chip for therapy development and fundamental science // Current opinion in biotechnology. 2014. Vol. 25. P. 45–50. DOI: 10.1016/j.copbio.2013.08.015
  • Zhang B., Korolj A., Lai B.F.L., Radisic M. Advances in organ-on-a-chip engineering // Nature Reviews Materials. 2018. Vol. 3, no. 8. P. 257–278. DOI: 10.1038/s41578-018-0034-7
  • Maschmeyer I., Lorenz A.K., Schimek K., et al. A fourorgan-chip for interconnected long-term co-culture of human intestine, liver, skin and kidney equivalents // Lab on a Chip. 2015. Vol. 15, no. 12. P. 2688–2699. DOI: 10.1039/C5LC00392J
  • Ronaldson-Bouchard K., Vunjak-Novakovic G. Organson-a-chip: a fast track for engineered human tissues in drug development // Cell Stem Cell. 2018. Vol. 22, no. 3. P. 310–324. DOI: 10.1016/j.stem.2018.02.011
  • Jiang B., Zheng W.F., Zhang W., Jiang X.Y. Organs on microfluidic chips: A mini review // Science China Chemistry. 2014. Vol. 57, no. 3. P. 356–364. DOI: 10.1007/s11426-013-4971-0
  • Abaci H.E., Shuler M.L. Human-on-a-chip design strategies and principles for physiologically based pharmacokinetics/pharmacodynamics modeling // Integrative Biology. 2015. Vol. 7, no. 4. P. 383–391. DOI: 10.1039/C4IB00292J
  • Bhusnure O.G., Satpute V., Gholve S.B., Giram P.S., Jagtap S., Chakure S.S. Organs-on-a-chip: a new tool for drug discovery // International Journal of ChemTech Research. 2017. Vol. 10, no. 9. P. 35–49.
  • Nalayanda D.D., Puleo C., Fulton W.B., Sharpe L.M., Wang T.H., Abdullah F. An open-access microfluidic model for lung-specific functional studies at an air-liquid interface // Biomedical microdevices. 2009. Vol. 11, no. 5. P. 1081–1089. DOI: 10.1007/s10544-009-9325-5
  • Lee S.A., No D.Y., Kang E., Ju J., Kim D.S., Lee S.H. Spheroid-based three-dimensional liver-on-a-chip to investigate hepatocyte–hepatic stellate cell interactions and flow effects // Lab on a Chip. 2013. Vol. 13, no. 18. P. 3529–3537. DOI: 10.1039/c3lc50197c
  • No Y., Lee D., Lee K.-H., Lee J. 3D liver models on a microplatform: well-defined culture, engineering of liver tissue and liver-on-a-chip // Lab Chip. 2015, Vol. 15. P. 3822–3837. DOI: 10.1039/C5LC00611B
  • Bavli D., Prill S., Ezra E., Levy G., Cohen M., Vinken M., Vanfleteren J., Jaeger M., Nahmias Y. Real-time monitoring of metabolic function in liver-on-chip microdevices tracks the dynamics of mitochondrial dysfunction // Proceedings of the National Academy of Sciences. 2016. Vol. 113, no. 16. P. E2231–E2240. DOI: 10.1073/pnas.1522556113
  • Günther A., Yasotharan S., Vagaon A., Lochovsky C., Pinto S., Yang J., Lau C., Voigtlaender-Bolz J., Bolz S.S. A microfluidic platform for probing small artery structure and function // Lab on a Chip. 2010. Vol. 10, no. 18. P. 2341–2349. DOI: 10.1039/c004675b
  • Cheng W., Klauke N., Sedgwick H., Smith G.L., Cooper J.M. Metabolic monitoring of the electrically stimulated single heart cell within a microfluidic platform // Lab on a Chip. 2006. Vol. 6, no. 11. P. 1424–1431. DOI: 10.1039/b608202e
  • Werdich A.A., Lima E.A., Ivanov B., Ges I., Anderson M.E., Wikswo J.P., Baudenbacher F.J. A microfluidic device to confine a single cardiac myocyte in a sub-nanoliter volume on planar microelectrodes for extracellular potential recordings // Lab on a Chip. 2004. Vol. 4, no. 4. P. 357–362. DOI: 10.1039/b315648f
  • Sin A., Chin K.C., Jamil M.F., Kostov Y., Rao G., Shuler M.L. The design and fabrication of three‐chamber microscale cell culture analog devices with integrated dissolved oxygen sensors // Biotechnology progress. 2004. Vol. 20, no. 1. P. 338–345. DOI: 10.1021/bp034077d
Еще
Статья
SciUp 2024 © 2024 ©